Физико-химические свойства растворимых пищевых волокон из кожуры маракуйи, полученных различными методами экстракции

В ответ на значительные отходы биоресурсов кожуры маракуйи на современном рынке и с целью повышения экономической эффективности использования растворимых пищевых волокон (SDF) из кожуры маракуйи в пищевой промышленности, в данном исследовании SDF из кожуры маракуйи были экстрагированы шестью различными методами, и была оценена степень влияния этих методов на их физико-химические свойства.

Результаты показали, что метод кислотной экстракции (AAE-1) был наиболее эффективен для удаления белка среди шести методов, а SDF, полученные этим методом, имели наибольшие: выход экстракции (17,05%), катионообменную емкость (1,17 мл/г), общее содержание моноз (92,6620 мкг/мг), содержание ксилозы (3,2187 мкг/мг) и маннозы (3,7334 мкг/мг). SDF, экстрагированные методом ферментативной экстракции (EAE), показали наивысшие: способность к улавливанию свободных радикалов DPPH (66,67%), содержание редуцирующих сахаров (5,71%), маслоудерживающую способность (5,86 г/г) и содержание глюкозы (55,9662 мкг/мг). SDF, экстрагированные методом щелочной экстракции (AAE-2), продемонстрировали наивысшие: водоудерживающую способность (7,82 г/г), растворимость (4,24 мл/г) и содержание рамнозы (3,0854 мкг/мг). SDF, экстрагированные методом микроволновой экстракции (MAE), обладали наивысшими: общим содержанием сахаров (20,15%), способностью к улавливанию радикалов ABTS (65,46%), способностью к восстановлению ионов трехвалентного железа (58,83%) и содержанием галактозы (7,8912 мкг/мг). SDF, экстрагированные методом экстракции горячей водой (HWE), имели наибольшее содержание арабинозы (5,3775 мкг/мг) и галактуроновой кислоты (35,6795 мкг/мг), а также наибольшие средневязкостную молекулярную массу (Mw) и среднечисленную молекулярную массу (Mn). Полученные данные обеспечивают теоретическую основу для разработки и использования кожуры маракуйи.

Маракуйя (Passiflora edulis Sims), принадлежащая к семейству Страстоцветные, широко культивируется в тропических и субтропических регионах и также известна как «бразильский фрукт», «пассифлора» и «гранадилла» [1]. Маракуйя пользуется популярностью благодаря изысканному вкусу, богатой питательной ценности, а также таким физиологическим функциям, как противовоспалительное, антибактериальное, гипотензивное и антиоксидантное действие [2,3]. Исследования показали, что маракуйя классифицируется по цвету кожуры на фиолетовые, красные и желтые сорта, причем экстракты из плодов с фиолетовой кожурой проявляют более высокую активность и лучшие физико-химические свойства по сравнению с сортами, имеющими красную и желтую кожуру [4]. В настоящее время на рынке доминирует фиолетовая маракуйя, которая является более экономичной по сравнению с двумя другими типами. Следовательно, данное исследование сфокусировано именно на фиолетовой маракуйе.

Однако, поскольку несъедобная часть плода (кожура) составляет около 50% от его общей массы, это приводит к значительным потерям биологических ресурсов и серьезному промышленному загрязнению; по статистическим данным, около 1,5 × 10⁷ тонн кожуры было утилизировано в виде отходов в 2018 году [5]. Кожура маракуйи богата пищевыми волокнами, полифенолами, флавоноидами и другими биологически активными соединениями [6,7]. Примечательно, что пищевые волокна (ПВ) представляют собой углеводы, устойчивые к перевариванию ферментами кишечника человека, что имеет важное значение для регулирования пищевого рациона, профилактики ожирения и улучшения качества жизни [8]. Исходя из растворимости в воде, общие пищевые волокна (ОПВ) подразделяются на растворимые пищевые волокна (РПВ) и нерастворимые пищевые волокна (НПВ) [9]. НПВ состоят из волокон, которые не растворяются или плохо гидратируются; они увеличивают объем и массу фекалий, ускоряют прохождение пищевого комка через пищеварительный тракт и стимулируют перистальтику кишечника. НПВ в основном способствуют кишечной перистальтике и выведению желчных кислот, тем самым помогая предотвратить сердечно-сосудистые заболевания, такие как атеросклероз и ишемическая болезнь сердца [10]. РПВ обладают хорошей вязкостью и гелеобразующими свойствами, что позволяет им поглощать воду, увеличиваться в объеме и замедлять опорожнение желудка, тем самым способствуя метаболизму. В отличие от НПВ, РПВ могут легко и быстро метаболизироваться кишечной микробиотой, и в процессе этого метаболизма РПВ оказывают значительное влияние на ее состав и разнообразие. Исследования подтверждают, что пищевые волокна, особенно РПВ, могут положительно модулировать кишечную микробиоту и метаболизироваться с образованием полезных продуктов, в основном короткоцепочечных жирных кислот, обеспечивая тем множество преимуществ для здоровья человека, таких как снижение риска gastrointestinalных заболеваний, включая синдром раздраженного кишечника, воспалительные заболевания кишечника, дивертикулярную болезнь, функциональный запор, недержание кала и колоректальный рак. Кроме того, было показано, что РПВ снижают уровень холестерина, регулируют уровень сахара в крови и уменьшают риск развития гипертонии [11]. Таким образом, очевидно, что РПВ имеют более широкие исследовательские перспективы и потенциал для применения.

В настоящее время исследования кожуры маракуйи в основном были сосредоточены на ее биологической активности и функциях. Имеются сообщения о том, что использованная кожура маракуйи может служить гетерогенным катализатором в производстве биодизеля из пальмового масла [12]. Исследования также указывают, что добавление кожуры маракуйи в корм в соответствующих количествах может повысить антиоксидантный и противовоспалительный статус, а также уровень короткоцепочечных жирных кислот у бройлеров, способствуя тем самым здоровью птицы [13]. Другое исследование показало, что экстракт кожуры маракуйи, богатый противовоспалительными и антиоксидантными соединениями, эффективно ослаблял легочный фиброз у мышей, что позволяет рассматривать его в качестве перспективного противофиброзного агента [14]. К сожалению, работ, посвященных изучению ОПВ в кожуре маракуйи, очень мало, а исследований РПВ именно из кожуры фиолетовой маракуйи практически нет.

Существует множество методов экстракции полисахаридов [15,16], и, поскольку РПВ относятся к их числу, появляется все больше исследований, посвященных влиянию различных методов экстракции РПВ на их выход, экологичность и экономическую эффективность. В то же время, поиск методов эффективной экстракции РПВ имеет важное значение для пищевой промышленности и диетологии. Таким образом, в данном исследовании мы применили шесть методов для экстракции РПВ из кожуры фиолетовой маракуйи и провели сравнительный анализ полученных РПВ по составу, физико-химическим свойствам, антиоксидантной активности, содержанию моносахаридов и структурным характеристикам.

2.1. Материалы и реагенты

Плоды фиолетовой маракуйи были получены из г. Бэйлю, Гуанси, Китай. Реагент Фолин-Чокальтеу, этанол, серная кислота, соляная кислота, карбонат натрия, нитрит натрия, ABTS, ледяная уксусная кислота, ацетат натрия безводный, хлорид железа (III) и трихлоруксусная кислота были приобретены у компании «Sinopharm Chemical Reagent» (Шанхай, Китай). Бычий сывороточный альбумин V был приобретен у компании «Solepol Technology Company» (Пекин, Китай). Галловая кислота, безводный карбонат натрия и персульфат калия были приобретены у компании «Komeo Chemical Reagent Company» (Тяньцзинь, Китай). Целлюлаза была приобретена у компании «Shandong Loncote Enzyme Preparation Company» (Шаньдун, Китай). Гидроксид натрия, сульфат железа (II) и фенол были приобретены у компании «Jinshan Chemical Reagent Company» (Чэнду, Китай). Рутин был предоставлен компанией «Yuanye Biotechnology Company» (Шанхай, Китай). Кумасси Бриллиантовый Синий был получен от компании «Blue Season Technology Development Company» (Шанхай, Китай). Все вышеуказанные химические реагенты были аналитической степени чистоты.

2.2. Подготовка материала

Перед экстракцией свежую кожуру маракуйи промывали, удаляли внутреннюю мякоть (альбедо), подсушивали, а затем сушили при 60 °C в сушильном шкафу с постоянной температурой до достижения постоянной массы. Высушенную кожуру измельчали с помощью высокоскоростного многофункционального измельчителя (модель HC-800Y, Yongkang Tianqi Shengshi Industry & Trade Co., Ltd., Цзиньхуа, Китай), полученный порошок просеивали через сито с размером ячеек 60 меш и хранили до использования.

2.3. Экстракция РПВ из кожуры маракуйи

Взвешивали 30 г подготовленного порошка кожуры маракуйи и тщательно перемешивали. В соответствии с конкретными условиями для каждого метода экстракции проводили горячую экстракцию и фильтрацию, после чего собирали фильтрат. Фильтрат концентрировали на роторном испарителе (модель RE-5298A, Shanghai Yarong Biochemical Instrument Factory, Шанхай, Китай), затем добавляли 3–4-кратный по массе объем 95% этанола. Полученную смесь выдерживали при 5 °C в течение 12 ч, а затем оставляли на ночь. Смесь переносили в центрифужные пробирки и центрифугировали при 4500 об/мин в течение 10 мин. Собирали осадок, добавляли к нему небольшое количество деионизированной воды и промывали трижды 95% этанолом на водяной бане при 60 °C. После центрифугирования при 4500 об/мин в течение 10 мин осадок собирали, промывали трижды 95% этанолом, добавляли небольшое количество деионизированной воды и нагревали на водяной бане при 60 °C для растворения. Раствор переносили в чашку Петри или небольшой стакан, охлаждали и предварительно замораживали при -5 °C. После полного замораживания раствора проводили лиофильную сушку в течение 48–72 ч для получения РПВ.

2.3.1. Ферментативный метод экстракции (EAE)

Метод Dong et al. [17] был использован с небольшими модификациями. К порошку добавляли деионизированную воду в соотношении жидкость:сырье 1:26 (г/мл), затем добавляли 1,16% целлюлазы, тщательно перемешивали и инкубировали в термостатируемой водяной бане при 54 °C в течение 4 ч. После инкубации проводили инактивацию фермента с последующей фильтрацией.

2.3.2. Ультразвуковой метод экстракции (UAE)

Метод Moczkowska et al. [18] был использован с небольшими модификациями. К порошку добавляли деионизированную воду в соотношении жидкость:сырье 1:49 (г/мл), встряхивали до перемешивания, накрывали и помещали в ультразвуковую ванну (модель SB-120D, Ningbo Xinzhi Biotechnology Co., Ltd., Нинбо, Китай) с температурой ультразвуковой обработки 69 °C, мощностью ультразвука 105 Вт и временем обработки 15 мин.

2.3.3. Кислотный метод экстракции (AAE-1)

Метод Jia et al. [19] был использован с небольшими модификациями. К порошку добавляли раствор соляной кислоты в соотношении жидкость:сырье 1:25 (г/мл) концентрацией 0,5 моль/л, встряхивали, а затем нагревали экстракт на водяной бане при 75 °C в течение 75 мин.

2.3.4. Щелочной метод экстракции (AAE-2)

Метод Jiang et al. [20] был использован с небольшими модификациями. К порошку добавляли раствор гидроксида натрия в соотношении жидкость:сырье 1:30 (г/мл) концентрацией 35 мг/мл, встряхивали, а затем нагревали экстракт на водяной бане при 70 °C в течение 5 ч.

2.3.5. Микроволновый метод экстракции (MAE)

Метод Bagherian et al. [21] был использован с небольшими модификациями. К порошку добавляли деионизированную воду в соотношении жидкость:сырье 1:50 (г/мл), встряхивали, а затем нагревали экстракт на водяной бане при 70 °C в течение 90 мин. Далее проводили микроволновую обработку с мощностью 500 Вт в течение 60 с.

2.3.6. Метод экстракции горячей водой (HWE)

Метод Wang et al. [22] был использован с небольшими модификациями. К порошку добавляли деионизированную воду в соотношении жидкость:сырье 1:25 (г/мл), встряхивали, а затем нагревали экстракт на водяной бане при 70 °C в течение 4 ч.

2.4. Определение компонентного состава РПВ

2.4.1. Выход экстракции

Взвешивали 1 г порошка кожуры маракуйи в центрифужной пробирке на 50 мл. Для каждого метода экстракции готовили три параллельные пробы. Проводили экстракцию одним из шести указанных методов; после повторного растворения осадка и лиофильной сушки до постоянной массы получали РПВ кожуры маракуйи. Выход рассчитывали по формуле:

где m1 — масса центрифужной пробирки после доведения до постоянной массы, г; m2 представляет собой массу центрифужной пробирки, зарегистрированную после сублимационной сушки, г; m0 представляет собой массу взвешенного порошка из кожуры маракуйи, г.

2.4.2. Определение общего содержания сахаров

Метод Yue et al. [23] был использован с небольшими модификациями. Брали по 0,1 г РПВ, экстрагированного каждым из шести методов. Предварительно определяли влажность РПВ. Гидролиз РПВ проводили, добавляя 50 мл дистиллированной воды и 15 мл H₂SO₄; после полного растворения проводили гидролиз с обратным холодильником, охлаждали и фильтровали. Фильтрат доводили водой до метки 100 мл и использовали для расчета содержания общих сахаров, используя глюкозу в качестве стандарта:

где V1 представляет собой объем раствора, фиксированного после гидролиза и кипячения с обратным холодильником (мл), V2 представляет собой объем раствора, поглощенного во время определения (мл), m1 представляет собой общее содержание сахара в SDF (мкг), m2 представляет собой массу SDF (г), а ω представляет собой содержание воды в SDF (%).

2.4.3. Определение редуцирующих сахаров

Метод Lv et al. [24] был использован с небольшими модификациями. Брали по 0,5 г РПВ, экстрагированного каждым из шести методов, добавляли 50 мл воды, нагревали на водяной бане при 30 °C до растворения, затем объем доводили до 50 мл. Полученный раствор использовали для определения содержания редуцирующих сахаров, используя глюкозу в качестве стандарта:

где C представляет собой количество сахара, найденное по стандартной кривой (мг), VT — объем экстракта (мл), m представляет собой массу SDF (мг), а VS — объем образца на момент определения (мл).

2.4.4. Определение содержания полифенолов

Метод K. et al. [25] был использован с небольшими модификациями. Точную навеску РПВ кожуры маракуйи (0,01 г), экстрагированного каждым методом, растворяли при нагревании и доводили до объема 10 мл. Брали по 1 мл полученного раствора, добавляли 1,0 мл реагента Фоли-Чокальтеу, перемешивали и через 2 мин добавляли 1,5 мл 10% раствора карбоната натрия. Объем доводили до метки дистиллированной водой, перемешивали и инкубировали при 25 °C в течение 1,5 ч. Оптическую плотность измеряли при 765 нм на спектрофотометре (модель UV-6100A, Shanghai Yuanxi Instrument Co., Ltd., Шанхай, Китай). Содержание полифенолов рассчитывали, используя галловую кислоту в качестве стандарта:

где TPC — содержание полифенолов в РПВ, мг экв. галловой кислоты / г сухого веса; C — концентрация полифенолов в растворе, найденная по калибровочному графику, мг/мл; V — объем реакционной смеси, мл; N — коэффициент разведения; m — масса навески РПВ, г.

2.4.5. Определение содержания флавоноидов

Метод Da et al. [26] был использован с небольшими модификациями. Навеску порошка кожуры маракуйи (около 1 г) заливали 50 мл этанола, настаивали при комнатной температуре 30 мин, затем проводили экстракцию с обратным холодильником на кипящей водяной бане (98–100 °C) с последующей фильтрацией. Фильтрат использовали для анализа. Брали 1,0 мл исследуемого раствора, доводили водой до 2,0 мл, затем последовательно добавляли по 4 мл раствора нитрита натрия, нитрата алюминия и гидроксида натрия. Измеряли оптическую плотность при длине волны 510 нм. Содержание флавоноидов рассчитывали по формуле, используя рутин в качестве стандарта:

где w — общее содержание флавоноидов в образце, мг/г; ρ — концентрация флавоноидов в пробе, найденная по калибровочному графику, мг/л; ρ0 — концентрация флавоноидов в холостой пробе, найденная по калибровочному графику, мг/л; V1 — объем экстракта, доведенного до метки, мл; V3 — конечный объем пробы, мл; m — масса навески образца, г; V2 — объем аликвоты экстракта, взятой для анализа, мл.

2.4.6. Определение содержания белка

Метод K. et al. [27] был использован с небольшими модификациями. Навеску РПВ кожуры маракуйи (100 мг), экстрагированного каждым методом, растворяли в дистиллированной воде и доводили объем до 100 мл. Измеряли оптическую плотность, используя холостой реактив в качестве контроля. Содержание белка рассчитывали, используя бычий сывороточный альбумин в качестве стандарта:

где m' — масса белка, найденная по калибровочному графику, мкг; V — общий объем экстракта, мл; V_s — объем аликвоты экстракта, взятой для анализа, мл; m — масса навески образца, г.

2.4.7. Определение молекулярной массы (Mw)

Метод Fu et al. [28] был использован с небольшими модификациями. Молекулярно-массовое распределение образцов анализировали с помощью эксклюзионной хроматографии с детектированием методом многоуглового лазерного светорассеяния и рефрактометрическим детектором (SEC-MALLS-RI). Весовую (Mw) и числовую (Mn) средние молекулярные массы, а также индекс полидисперсности (Mw/Mn) различных фракций в водном растворе 0,1 M NaNO₃, содержащем 0,02% NaN₃, определяли на лазерном фотометре DAWN HELEOS-II (Wyatt Technology Co., Санта-Барбара, Калифорния, США), оснащенном тремя последовательно соединенными колонками (300 × 8 мм, Shodex Ohpak SB-805, 804 и 803; Showa Denko K.K., Токио, Япония), которые термостатировались при 45 °C с помощью нагревателя колонок (Sanshu Biotech. Co., Ltd., Шанхай, Китай). Скорость потока составляла 0,4 мл/мин. Одновременно использовали дифференциальный рефрактометрический детектор (Optilab T-rEX, Wyatt Technology Co., США) для определения концентрации фракций и значения dn/dc.

2.5. Определение физико-химических свойств

2.5.1. Водо- и маслоудерживающая способность (WHC/OHC)

Метод He et al. [29] был использован с небольшими модификациями. Навеску РПВ кожуры маракуйи (0,100 г) помещали в центрифужную пробирку на 20 мл, добавляли 10 мл дистиллированной воды или пищевого рапсового масла, тщательно перемешивали и оставляли при комнатной температуре на 24 ч. Затем образец центрифугировали при 4500 об/мин в течение 15 мин, удаляли надосадочную жидкость и взвешивали осадок:

где M1 — масса образца после поглощения воды или масла, г; M — исходная масса навески образца, г.

2.5.2. Набухающая способность (SC)

Метод Xu et al. [30] был использован с небольшими модификациями. Навеску РПВ (0,100 г) помещали в мерный цилиндр, добавляли 10 мл дистиллированной воды и оставляли при комнатной температуре на 24 ч. Измеряли объем, который занял набухший образец, и рассчитывали объем набухания на грамм волокна:

где V1 — объем образца после набухания, мл; V — начальный объем образца (принимался равным объему добавленной воды, 10 мл), мл; M — сухая масса навески образца, г.

2.5.3. Катионообменная емкость (CEC)

Метод Wei et al. [31] был использован с небольшими модификациями. Точную навеску образца (1,00 г) помещали в коническую колбу, добавляли 30 мл деионизированной воды, тщательно перемешивали, добавляли несколько капель индикатора фенолфталеина и титровали 0,1 моль/л раствором NaOH до появления розовой окраски. Записывали объем израсходованного титранта:

где c — концентрация раствора NaOH, моль/л; v — объем израсходованного раствора NaOH, мл; m — масса навески образца, г.

2.6. Антиоксидантная активность

2.6.1. Способность улавливать свободные радикалы DPPH

Использовали метод [32] с небольшими модификациями. В лунки 96-луночного планшета вносили по 100 мкл раствора образца (в 50% этаноле) и 100 мкл 0,2 мМ раствора DPPH (оптическая плотность находилась в диапазоне 0,7–0,9). Смесь инкубировали в темноте при комнатной температуре в течение 30 мин, после чего измеряли оптическую плотность при 510 нм на микропланшетном ридере. Способность улавливать радикалы DPPH рассчитывали по формуле:

где A0 представляет собой значение поглощения 40 мкл H2O+160 мкл DPPH, A1 представляет собой значение поглощения 40 мкл раствора образца + 160 мкл DPPH, а A2 представляет собой значение поглощения 40 мкл раствора образца + 160 мкл безводного этанола.  

2.6.2. Способность улавливать катион-радикалы ABTS⁺

Использовали метод [33] с небольшими модификациями. Рабочий раствор ABTS⁺ готовили смешиванием равных объемов 7,4 мМ раствора ABTS и 2,6 мМ раствора персульфата калия с последующей инкубацией в темноте в течение 12 ч. Перед анализом рабочий раствор разбавляли дистиллированной водой до оптической плотности 0,700 ± 0,020 при 734 нм. В лунки планшета вносили по 100 мкл раствора образца и 100 мкл рабочего раствора ABTS⁺, инкубировали в темноте 30 мин и измеряли оптическую плотность при 734 нм.

где A1 представляет собой значение поглощения образца объемом 40 мкл + 160 мкл рабочего раствора ABTS, а A0 представляет собой значение поглощения дистиллированной воды объемом 40 мкл + 160 мкл рабочего раствора ABTS.

2.6.3. Восстанавливающая способность (FRAP)

Использовали метод [34] с небольшими модификациями. Рабочий раствор FRAP готовили смешиванием 0,3 М ацетатного буфера (pH 3,6), 10 мМ раствора TPTZ в 40 мМ HCl и 20 мМ раствора FeCl₃ в соотношении 10:1:1. В лунки планшета вносили 40 мкл раствора образца и 200 мкл рабочего раствора FRAP, инкубировали при 37 °C в течение 10 мин и измеряли оптическую плотность при 593 нм. В качестве стандарта использовали FeSO₄.

2.7. Определение моносахаридного состава

Моносахаридный состав РПВ определяли с помощью ионной хроматографии. Образец РПВ гидролизовали в 1 мл 2 М трихлоруксусной кислоты при 121 °C в течение 2 ч. Раствор упаривали досуха в потоке азота, остаток промывали метанолом и снова упаривали; процедуру повторяли 2–3 раза. Сухой остаток растворяли в стерильной воде и анализировали. Использовали хроматографическую колонку Dionex™ CarboPac™ PA20 (150 × 3,0 мм, 10 мкм, Thermo Fisher Scientific, Уолтем, Массачусетс, США). В качестве подвижной фазы использовали элюенты: A (стерильная вода), B (0,1 М NaOH) и C (0,1 М NaOH + 0,2 М ацетат натрия). Скорость потока — 0,5 мл/мин. Температура колонки — 30 °C. В качестве стандартов использовали фукозу, рамнозу, арабинозу, галактозу, глюкозу, ксилозу, маннозу, фруктозу, рибозу, галактуроновую кислоту, глюкуроновую кислоту, маннуроновую кислоту и гулуроновую кислоту.

2.8. Сканирующая электронная микроскопия (SEM)

Микроструктуру частиц РПВ изучали с помощью сканирующего электронного микроскопа (HITACHI Regulus 8100, Hitachi, Токио, Япония) при ускоряющем напряжении 10 кВ. Образцы наносили на проводящую углеродную ленту, напыляли слой золота и получали изображения при различных увеличениях.

2.9. Инфракрасная спектроскопия с преобразованием Фурье (FTIR)

ИК-Фурье спектры РПВ регистрировали на спектрометре Nicolet iZ-10 (Thermo Fisher Scientific, США). Образцы РПВ смешивали с бромидом калия, прессовали в таблетки толщиной 1 мм и записывали спектры в диапазоне 4000–400 см⁻¹. Измерения проводились компанией Sanshu Biotech. Co., Ltd. (Шанхай, Китай).

2.10. Статистический анализ

Результаты представлены в виде среднего значения ± стандартное отклонение (n ≥ 3). Статистическую значимость различий (p < 0,05) оценивали с помощью однофакторного дисперсионного анализа (ANOVA) и теста множественных сравнений Дункана в программе SPSS 27 (IBM, Чикаго, Иллинойс, США). Анализ данных и построение графиков выполняли с использованием программ GraphPad Prism 9.5.1 (GraphPad Software, Сан-Диего, Калифорния, США) и Excel 2019.

3.1. Анализ компонентного состава РПВ

В Таблице 1 представлено содержание различных видов пищевых волокон в высушенном порошке кожуры маракуйи, а также основной химический состав и молекулярная масса лиофилизированных образцов РПВ.

Что касается выхода экстракции ОПВ, наибольшее значение (83,6%) было получено для метода EAE, причем разница с другими методами была статистически значимой. Наименьший выход (67,79%) показал метод HWE, который также достоверно отличался от остальных. Выход экстракции РПВ был максимальным для метода AAE-1 (17,05%), значимо отличаясь от других методов, и минимальным для HWE (6,36%), что также было статистически значимо. Это указывает на то, что комбинация HWE с другими методами экстракции позволяет существенно повысить выходы как РПВ, так и ОПВ по сравнению с использованием одного только HWE, что согласуется с данными предыдущих исследований [35]. По внешнему виду образцы РПВ различались: AAE-1 — кирпично-красного цвета; AAE-2 — желтовато-коричневые, с шероховатой, водорастворимой текстурой; EAE — темно-фиолетовые, с мелкодисперсной структурой; HWE — светло-коричневые; MAE — сливово-красные; UAE — беловато-коричневые.

Таблица 1. Состав пищевых волокон кожуры маракуйи и основные химические компоненты и молекулярная масса РПВ.

Среди шести методов образцы РПВ, полученные методами AAE-1 и AAE-2, имели более высокую влажность по сравнению с другими, что, вероятно, связано с рыхлой, шероховатой и пористой структурой этих образцов, легко поглощающей влагу из воздуха при комнатной температуре [36]. По содержанию белка образец РПВ, полученный методом AAE-1, достоверно уступал всем другим, что позволяет предположить, что кислотная экстракция является наиболее эффективной для очистки РПВ. Вероятно, это связано с тем, что под действием кислоты изменяется структура и растворимость белка, приводя к его денатурации или гидролизу [37]. Метод MAE позволил получить РПВ с наибольшим содержанием общих сахаров, тогда как между кислотной экстракцией и экстракцией горячей водой значимой разницы не наблюдалось. Высокое содержание сахаров при MAE может быть обусловлено высокой эффективностью и скоростью экстракции, способствующей лучшему извлечению и сохранению сахаров; кроме того, микроволновая обработка может приводить к деполимеризации полисахаридных цепей, что также способствует относительному увеличению доли сахаров [38]. Наибольшее содержание редуцирующих сахаров было достигнуто при использовании EAE, что, вероятно, объясняется способностью ферментов целенаправленно гидролизовать специфические гликозидные связи и эффективно превращать полисахариды или сложные углеводы в редуцирующие сахара [35]. В противоположность этому, методы AAE-1 и AAE-2 дали низкие выходы редуцирующих сахаров, что можно объяснить использованием чрезмерно высоких концентраций кислоты и щелочи. Zhang et al. [39] показали, что как кислотная, так и щелочная обработка могут разрушать гликозидные связи или вызывать деградацию целлюлозы. Аналогичным образом, метод MAE позволил получить РПВ с наибольшим содержанием как полифенолов, так и флавоноидов. Поскольку MAE позволяет быстро достигать высоких температур, предполагается, что микроволновая энергия повышает температуру как растворителя, так и растительного материала, способствуя высвобождению полифенолов и флавоноидов [40]. Этот вывод согласуется с результатами предыдущих исследований [41].

Биологическая активность РПВ во многом зависит от их молекулярной массы, поэтому ее определение является важным показателем для характеристики функциональных свойств РПВ [38]. Весовая средняя молекулярная масса (Mw) отражает степень полимеризации волокна и силу межмолекулярных взаимодействий [42]. Как видно из Таблицы 1, наименьшее значение Mw было у образца, полученного методом UAE, что указывает на менее развитую сшитую структуру и слабое взаимодействие с молекулами масла, что согласуется с результатами определения маслоудерживающей способности. Напротив, образец, полученный методом HWE, имел самые высокие значения Mw и Mn, что свидетельствует о том, что РПВ, экстрагированный этим методом, не только содержит больше высокомолекулярных компонентов, но и преобладает по их количеству, что согласуется с результатами работы Zou et al. [43]. Более высокое значение индекса Mw/Mn указывает на более широкое распределение молекулярных масс [44]. Результаты показывают, что экстракция MAE дает наибольшее значение Mw/Mn, что, вероятно, связано с относительно низким значением Mn для этого образца.

Таким образом, из шести методов экстракции метод AAE-1 позволил достичь наибольшего выхода РПВ и содержания влаги и был наиболее эффективен для очистки образца от белка; метод EAE лучше всего сохранил редуцирующие сахара и обеспечил наибольшее содержание ОПВ; метод AAE-2 эффективно снизил содержание флавоноидов и полифенолов; метод MAE позволил получить РПВ с наибольшим содержанием общих сахаров и высоким значением индекса полидисперсности; метод HWE дал РПВ с наибольшими значениями молекулярных масс, а метод UAE — с наименьшими. Кроме того, цвет продуктов РПВ из кожуры маракуйи существенно различался в зависимости от метода экстракции.

3.2. Анализ физико-химических свойств РПВ

3.2.1. Анализ WHC/OHC

Гидрофильные группы в РПВ обладают excellent водоудерживающей способностью, что способствует увеличению объема фекалий, ускорению кишечного транзита и снижению давления в прямой кишке, тем самым предотвращая запоры. Кроме того, способность РПВ удерживать воду помогает стабилизировать структуру пищевых продуктов, предотвращая их обезвоживание и усушку [45]. Как показано в Таблице 2, все методы, за исключением HWE, способствовали повышению водоудерживающей способности РПВ. Наибольшая водоудерживающая способность (7,82 г/г) была зафиксирована для образца, полученного методом AAE-2. В рамках данного исследования образцы волокон, полученные методами AAE-1 и AAE-2, имели достоверно более высокую WHC по сравнению с другими, что позволяет рекомендовать эти методы для экстракции РПВ из кожуры маракуйи с целью улучшения их водоудерживающих свойств. Это может быть связано с тем, что в подходящей кислотной или щелочной среде происходит разрыв химических связей в волокнах, что приводит к высвобождению дополнительных гидрофильных групп и, как следствие, к увеличению WHC [46]. Результаты СЭМ-микроскопии (раздел 3.5) также подтверждают, что образцы AAE-1 и AAE-2 имеют рыхлую, пористую микроструктуру, способную удерживать большее количество воды.

Таблица 2. Сравнение физико-химических свойств РПВ, экстрагированного различными методами.

Маслоудерживающая способность (OHC) характеризует способность волокон связывать и удерживать жир. РПВ могут адсорбировать липиды в кишечнике, тем самым уменьшая их всасывание, что способствует контролю массы тела и профилактике ожирения. Кроме того, способность РПВ encapsulate жир может снижать контакт между жирами и желчными кислотами, уменьшая абсорбцию холестерина из пищи и способствуя поддержанию здоровья кишечника [47]. Данные Таблицы 2 показывают, что РПВ, полученные методами EAE, AAE-1 и AAE-2, обладали высокой OHC. Наибольшая OHC (5,86 г/г) была у образца, экстрагированного ферментативным методом (EAE), за которым следовали кислотный и щелочной методы, не показавшие между собой значимых различий. Наименьшей OHC обладали волокна, полученные с помощью UAE. Этот результат несколько противоречит данным некоторых предыдущих исследований [42]. Можно предположить, что высокая OHC при EAE может быть следствием специфического действия выбранного фермента (целлюлазы), который, разрушая клеточные стенки растения, модифицирует структуру волокон, улучшая их сорбционные свойства по отношению к маслу.

3.2.2. Анализ SC

Набухающая способность (SC) — это способность волокон увеличиваться в объеме при поглощении молекул растворителя. В пищевых продуктах SC РПВ может улучшать текстуру и органолептические свойства, а также повышать влагоудержание. В фармацевтике набухание влияет на биодоступность лекарственных средств [48]. Согласно данным Таблицы 2, наибольшей SC (4,24 мл/г) среди всех шести методов обладал образец, полученный методом AAE-2, достоверно превосходя образцы, полученные другими способами. Предполагается, что щелочная среда вызывает диссоциацию гидроксильных групп в целлюлозе, ослабляя межмолекулярные водородные связи и усиливая набухание волокон, что согласуется с литературными данными [49]. В то же время, наименьшая SC была отмечена для образца AAE-1, что, вероятно, является следствием воздействия кислоты. Хотя кислотная обработка и позволяет проводить экстракцию, она может повреждать функциональные группы и снижать молекулярную массу полисахаридов, негативно влияя на их способность к набуханию [50].

3.2.3. Анализ CEC

Пищевые волокна содержат боковые функциональные группы, такие как карбоксильные и гидроксильные, которые проявляют слабокислотные свойства и могут обратимо связывать катионы, в особенности органические. Это свойство может влиять на протекание некоторых химических реакций и потенциально приносить пользу для здоровья человека [51]. Например, повышенное потребление пищевых волокон может способствовать связыванию тяжелых металлов, снижая их токсичность, а также способствовать снижению артериального давления [52]. Как видно из Таблицы 2, наибольшей катионообменной емкостью (CEC) обладали образцы, полученные методами AAE-1 (1,17 мл/г) и AAE-2 (1,14 мл/г), значимо отличаясь от образцов, полученных другими методами. Это может быть связано с комбинированным действием высокой температуры и длительного времени обработки в ходе экстракции, которые, вероятно, способствуют разрушению структуры растительной клеточной стенки, экспонируя функциональные группы и тем самым увеличивая CEC [19].

3.3. Анализ антиоксидантной активности

Оценка антиоксидантной активности РПВ имеет большое значение. Антиоксиданты помогают нейтрализовать свободные радикалы в организме и уменьшить окислительное повреждение клеток, что может способствовать профилактике хронических заболеваний, таких как диабет, рак и сердечно-сосудистые патологии [53]. В данном исследовании для оценки антиоксидантной эффективности РПВ, полученных разными методами экстракции, определяли способность улавливать свободные радикалы DPPH и ABTS⁺, а также восстанавливающую способность.

3.3.1. Активность улавливания радикалов DPPH

DPPH — это стабильный свободный радикал, широко используемый для оценки антиоксидантной способности экстрактов, соединений и индивидуальных веществ. Метод основан на измерении уменьшения концентрации DPPH в результате его взаимодействия с антиоксидантами [54]. Как показано на Рис. 1A, все шесть образцов РПВ проявляли способность улавливать радикалы DPPH. Наибольшей активностью (66,67%), достоверно отличающейся от других методов, обладал образец, полученный с помощью EAE. Это, вероятно, связано с тем, что EAE считается мягким, эффективным и экологически безопасным методом, который повышает эффективность экстракции и, следовательно, может способствовать увеличению содержания и сохранению активности антиоксидантов [55,56]. В то же время, способность улавливать радикалы DPPH положительно коррелирует с концентрацией полисахаридов [50,57,58], что согласуется с высоким содержанием общих и редуцирующих сахаров в образце EAE, отмеченным в данном исследовании.

Рис. 1. Сравнение антиоксидантной активности образцов, полученных разными методами экстракции. (A) Активность улавливания радикалов DPPH; (B) Активность улавливания катион-радикалов ABTS⁺; (C) Восстанавливающая способность (FRAP). Примечание: Разные буквы над столбцами указывают на статистически значимые различия (p < 0,05) между методами экстракции.

3.3.2. Активность улавливания радикалов ABTS⁺

ABTS⁺ (2,2'-азино-бис(3-этилбензтиазолин-6-сульфокислота)) широко используется в assays для определения антиоксидантной активности. Этот метод находит широкое применение для оценки антиоксидантного потенциала различных образцов, включая пищевые продукты, фармацевтические препараты, нутрицевтики и косметику [58]. Из Рис. 1B видно, что все образцы РПВ обладали способностью улавливать радикалы ABTS⁺. Наибольшей активностью (65,46%), значимо превышающей таковую для других методов, обладал образец, полученный методом MAE. Исследования показывают, что содержание полифенолов и флавоноидов в РПВ коррелирует со способностью улавливать радикалы ABTS⁺ [59], что подтверждается и в данной работе. Высокая ABTS-активность образца MAE, вероятно, обусловлена наибольшим содержанием в нем полифенолов и флавоноидов.

3.3.3. Восстанавливающая способность (FRAP)

Метод FRAP оценивает антиоксидантную активность по способности образцов восстанавливать ионы Fe³⁺ до Fe²⁺ в комплексе с 2,4,6-трипиридил-си-триазином (TPTZ) с образованием окрашенного комплекса синего цвета [60]. Как видно из Рис. 1C, все образцы РПВ проявляли восстанавливающую способность. Наибольшей активностью (58,83%), достоверно отличающейся от других методов, обладал образец, полученный с помощью MAE. Наименьшая восстанавливающая способность (19,63%) была зафиксирована для образца AAE-2. Эта активность, по-видимому, тесно связана с содержанием полифенольных соединений. Фенольные гидроксильные группы в полифенолах способны хелатировать ионы железа и участвовать в реакциях восстановления, тем самым усиливая общую восстанавливающую способность системы [61]. Таким образом, для получения РПВ из кожуры маракуйи с высокой восстанавливающей способностью целесообразно использовать метод MAE, либо стремиться к увеличению содержания полифенолов в конечном продукте.

3.4. Анализ моносахаридного состава

Согласно данным ионной хроматографии (Рис. 2), в составе РПВ кожуры маракуйи было обнаружено семь моносахаридов: арабиноза (Ara), рамноза (Rha), галактоза (Gal), глюкоза (Glu), ксилоза (Xyl), манноза (Man) и галактуроновая кислота (Gal-UA). Этот состав в основном совпадает с моносахаридным составом РПВ из кожуры граната, описанным Xiong et al. [62]. Наибольшие пики соответствовали глюкозе и галактуроновой кислоте, что указывает на то, что РПВ кожуры маракуйи в основном состоит из Glu и Gal-UA. Это согласуется с результатами исследований Zou et al. [63], которые отмечали высокое содержание глюкозы в овсяном глюкане (OG) и галактуроновой кислоты в яблочном пектине (AP).

Рис. 2. Пример ион-хроматограммы образца РПВ.

Как четко видно из Таблицы 3, различные методы экстракции не оказывают существенного влияния на качественный состав моносахаридов РПВ, но значительно влияют на их количественное содержание. Каждый образец РПВ характеризовался преобладанием определенных моносахаридов, что согласуется с данными предыдущих исследований [64,65]. Например, известно, что пектины характеризуются высоким содержанием Gal-UA. Пектины способствуют gastrointestinalной моторике, оказывают смягчающее действие, регулируют липидный профиль крови, а также могут использоваться в пищевой промышленности в качестве загустителей и гелеобразователей [21]. Из данных Таблицы 3 следует, что среди всех образцов наибольшее содержание Gal-UA наблюдалось в образцах, полученных методами AAE-2 и HWE (17,2899 мкг/мг и 35,6795 мкг/мг соответственно), что позволяет говорить о высоком содержании пектиновых веществ в этих образцах. Метод AAE-1 позволил получить РПВ с наибольшим содержанием ксилозы (3,2187 мкг/мг), что может быть связано с тем, что сильнокислая среда гидролизует гликозидные связи в пентозанах (основном компоненте гемицеллюлоз), высвобождая мономеры ксилозы [21]. В образце, полученном методом EAE, содержание арабинозы (1,6722 мкг/мг) и рамнозы (0,8411 мкг/мг) было наименьшим. Оба этих моносахарида обладают функциональной значимостью, например, способностью снижать уровень глюкозы в крови и усиливать иммунный ответ [66].

Таблица 3. Моносахаридный состав образцов РПВ, экстрагированных различными методами.

3.5. Анализ СЭМ-микрофотографий

Микроструктура РПВ, представленная на Рис. 3, варьировала в зависимости от метода экстракции. Образец, полученный методом EAE, имел морщинистую, лентообразную структуру, что, вероятно, является результатом ферментативного гидролиза и разрыва гликозидных связей [67]. Структура образца AAE-2 была шероховатой, ватообразной, что согласуется с данными предыдущих работ [68] и может объясняться разрушением молекулярной структуры целлюлозы под действием щелочи с образованием рыхлой, волокнистой сети. Однако продолжительная щелочная экстракция может усиливать деградацию целлюлозы, увеличивая шероховатость. Структура образца AAE-1 также была шероховатой и напоминала горный ландшафт. Это может быть следствием reaggregation растворенных молекул после разрушения исходной структуры волокна, причем неравномерность рекомбинации contributes к формированию такой поверхности. В целом, структуры РПВ, полученных методами EAE, AAE-2 и AAE-1, являются шероховатыми, рыхлыми и пористыми, а их большая удельная поверхность существенно enhances водо- и маслоудерживающую способность, а также способность к набуханию, что полностью согласуется с результатами определения физико-химических свойств.

Рис. 3. Морфология РПВ из кожуры маракуйи, полученных разными методами экстракции (увеличение 500×, 1000× и 5000×).

РПВ, полученный методом HWE, имел гладкую микроструктуру, но отличался низким выходом, что согласуется с исследованием Li et al. [35]. Гладкая поверхность, вероятно, обусловлена отсутствием в процессе экстракции химических реагентов; волокна лишь незначительно размягчаются под действием температуры без существенного повреждения или изменения структуры. Поверхность РПВ, полученного с помощью UAE, была более гладкой по сравнению с пористой структурой образца EAE [64], что может объясняться относительно короткой продолжительностью и низкой мощностью ультразвуковой обработки в данном эксперименте. He et al. [65] сообщали, что низкая степень агрегации и рыхлая структура могут быть связаны с высоким содержанием нейтральных полисахаридов. В данном исследовании глюкоза, являющаяся нейтральным полисахаридом, составляла более половины общего моносахаридного состава в образцах MAE, AAE-1 и EAE. Следовательно, неправильные комковатые агрегаты на поверхности MAE, шероховатость образца AAE-1 и морщинистая ленточная структура образца EAE могут быть следствием именно этого фактора.

В целом, различные методы экстракции вызывают различные изменения в структуре РПВ, что полностью согласуется с современными научными представлениями [62].

3.6. Анализ ИК-Фурье спектров

Спектры РПВ кожуры маракуйи, полученные разными методами экстракции, были в целом сходны (Рис. 4), однако интенсивности характеристических полос поглощения различались. Для всех шести образцов наблюдалась широкая интенсивная полоса поглощения в области 3200–3600 см⁻¹, обусловленная валентными колебаниями O-H связей, которые могут принадлежать гемицеллюлозам и пектинам [35]. Полоса поглощения в области 2500–2950 см⁻¹ может быть отнесена к валентным колебаниям C-H связей метильных и метиленовых групп [69]. В области 1600–1800 см⁻¹ наблюдались полосы поглощения, вызванные валентными колебаниями карбонильных групп (C=O). При этом для образца AAE-2 полоса при ~1736 см⁻¹ отсутствовала, а для образца AAE-1 она была очень слабой. Это может быть связано с гидролизом сложноэфирных карбонильных групп гемицеллюлоз и пектинов под действием кислоты и щелочи [44], что также коррелирует с низким выходом редуцирующих сахаров для этих двух методов, отмеченным выше. В области 1050–1150 см⁻¹ наблюдаются полосы поглощения. Поскольку РПВ являются полисахаридами, а связь C-O является важной частью их скелета, полосы в этой области, скорее всего, correspond к валентным колебаниям C-O [70]. Кроме того, валентные колебания связей C-O-C и C-O-H также могут давать полосы поглощения в этом диапазоне, которые являются характеристическими для пиранозных циклов [54].

Рис. 4. ИК-Фурье спектры образцов РПВ. Примечание: Разные цвета соответствуют разным методам экстракции.

В данном исследовании была проведена сравнительная оценка влияния шести методов экстракции на качество пищевых волокон, получаемых из кожуры фиолетовой маракуйи. Результаты показали, что РПВ, полученные разными методами, имеют сходный качественный моносахаридный состав. Однако методы экстракции оказывали значительное и различающееся влияние на химический состав, молекулярную массу, физико-химические свойства, антиоксидантную активность и структурные особенности РПВ.

В частности, методы AAE-1 и AAE-2 позволяют получать РПВ с высоким содержанием влаги и высокой водоудерживающей способностью, что связано с их рыхлой, шероховатой поверхностной структурой, но характеризуются низким выходом редуцирующих сахаров и слабой интенсивностью полос поглощения, characteristic для карбонильных групп (C=O), due to воздействия кислой и щелочной сред.

Методы EAE и MAE продемонстрировали высокую антиоксидантную активность. При этом EAE позволил получить образцы с наибольшим содержанием ОПВ и НПВ, а MAE — с наибольшими значениями индекса полидисперсности, а также содержанием полифенолов и флавоноидов.

Поверхности структур РПВ, полученных методами HWE и UAE, являются гладкими, однако эти методы характеризуются низким выходом РПВ, а также низкими значениями WHC, OHC и CEC.

В целом, различные методы экстракции по-разному влияют на состав и функциональные свойства растворимых пищевых волокон из кожуры маракуйи, и каждый метод может быть предпочтительным для конкретных целей применения. Полученные результаты представляют теоретическую основу для дальнейшего развития и практического использования кожуры маракуйи.

1.    Duarte, I.D.A.E.; Dragan, M.; Karla, B.T.; Livia, D.L.D.O.; Maria, C.A. Brazilian passion fruit as a new healthy food: From its composition to health properties and mechanisms of action. Food Funct. 2021, 12, 11106–11120. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

2.    Zeraik, M.; Pereira, C. Passion fruit: A functional food? Rev. Bras. Farmacogn. 2010, 20, 459–471. [Google Scholar] [CrossRef]

3.    Dhawan, K.; Dhawan, S.; Sharma, A. Passiflora: A review update. J. Ethnopharmacol. 2004, 94, 1–23. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

4.    Nerdy, N.; Ritarwan, K. Hepatoprotective Activity and Nephroprotective Activity of Peel Extract from Three Varieties of the Passion Fruit (Passiflora sp.) in the Albino Rat. Open Access Maced. J. Med. Sci. 2019, 7, 536–542. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

5.    Wang, M.F.; Li, W.J.; Wu, S.S.; Huo, H.Y.; Long, J.Y.; Hu, J.H.; Li, C.H. Research progress on extraction of bioactive components from passion fruit peel and its development and utilization. Anhui Agric. Sci. 2022, 50, 16–19. (In Chinese) [Google Scholar]

6.    Wasagu, R.L.M.; Aa, A.A.S.; Ug, K.S.T.; Zaharadeen, A. Comparative Chemical Analysis, Phytochemical Screening and Antimicrobial Activities of the Rinds, Seeds and Juice of (Passiflora edulis var. flavicarpa) Passion Fruit. J. Nat. Sci. Res. 2016, 6, 138–143. [Google Scholar]

7.    Sihombing, J.R.; Dharma, A.; Chaidir, Z.; Almahdy, A.; Munaf, E. Phytochemical screening and antioxidant activities of 31 fruit peel extract from Sumatera, Indonesia. J. Chem. Pharm. Res. 2015, 7, 190–196. [Google Scholar]

8.    Efimtseva, E.A.; Chelpanova, T.I. Dietary fiber as modulators of gastrointestinal hormonal peptide secretion. Vopr. Pitan. 2021, 90, 20–35. [Google Scholar] [CrossRef]

9.    Waddell, I.S.; Orfila, C. Dietary fiber in the prevention of obesity and obesity-related chronic diseases: From epidemiological evidence to potential molecular mechanisms. Crit. Rev. Food Sci. 2023, 63, 8752–8767. [Google Scholar] [CrossRef]

10. He, T.; Zhang, X.; Zhao, L.; Zou, J.; Qiu, R.; Liu, X.; Hu, Z.; Wang, K. Insoluble dietary fiber from wheat bran retards starch digestion by reducing the activity of alpha-amylase. Food Chem. 2023, 426, 136624. [Google Scholar] [CrossRef]

11. Guan, Z.W.; Yu, E.Z.; Feng, Q. Soluble Dietary Fiber, One of the Most Important Nutrients for the Gut Microbiota. Molecules 2021, 26, 6802. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

12. Tarigan, J.B.; Singh, K.; Sinuraya, J.S.; Supeno, M.; Sembiring, H.; Tarigan, K.; Rambe, S.M.; Karo-Karo, J.A.; Sitepu, E.K. Waste Passion Fruit Peel as a Heterogeneous Catalyst for Room-Temperature Biodiesel Production. Acs Omega 2022, 7, 7885–7892. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

13. Ju, Y.; Huang, L.L.; Luo, H.L.; Huang, Y.C.; Huang, X.Y.; Chen, G.; Gui, J.; Liu, Z.L.; Yang, L.; Liu, X.Z. Passion fruit peel and its zymolyte enhance gut function in Sanhuang broilers by improving antioxidation and short-chain fatty acids and decreasing inflammatory cytokines. Poult. Sci. 2023, 102, 102672. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

14. Chilakapati, S.R.; Serasanambati, M.; Manikonda, P.K.; Chilakapati, D.R.; Watson, R.R. Passion fruit peel extract attenuates bleomycin-induced pulmonary fibrosis in mice. Can. J. Physiol. Pharm. 2014, 92, 631–639. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

15. Wu, B.G.; Qiu, C.C.; Guo, Y.T.; Zhang, C.H.; Li, D.; Gao, K.; Ma, Y.J.; Ma, H.L. Comparative evaluation of physicochemical proper-ties, microstructure, and antioxidant activity of jujube polysaccharides subjected to hot air, infrared, radio frequency, and freeze drying. Agriculture 2022, 12, 1606. [Google Scholar] [CrossRef]

16. Shi, Y.X.; Yang, J.; Pan, S.Q.; Zeng, C.; Guo, R.R.; Li, X.D.; Song, X.Q.; Yang, J.; Song, Y. Quality characteristics of Cornus officinalis Sieb. et Zucc. polysaccharides extracted by different methods. J. South. Agric. 2024, 55, 2031–2043. (In Chinese) [Google Scholar] [CrossRef]

17. Dong, W.; Wang, D.; Hu, R.; Long, Y.; Lv, L. Chemical composition, structural and functional properties of soluble dietary fiber obtained from coffee peel using different extraction methods. Food Res. Int. 2020, 136, 109497. [Google Scholar] [CrossRef]

18. Moczkowska, M.; Karp, S.; Niu, Y.; Kurek, M.A. Enzymatic, enzymatic-ultrasonic and alkaline extraction of soluble dietary fibre from flaxseed—A physicochemical approach. Food Hydrocolloids 2019, 90, 105–112. [Google Scholar] [CrossRef]

19. Jia, Y.; Gao, X.; Xue, Z.; Wang, Y.; Lu, Y.; Zhang, M.; Panichayupakaranant, P.; Chen, H. Characterization, antioxidant activities, and inhibition on α-glucosidase activity of corn silk polysaccharides obtained by different extraction methods. Int. J. Biol. Macromol. 2020, 163, 1640–1648. [Google Scholar] [CrossRef]

20. Jiang, G.; Ramachandraiah, K.; Wu, Z.; Ameer, K. The Influence of Different Extraction Methods on the Structure, Rheological, Thermal and Functional Properties of Soluble Dietary Fiber from Sanchi (Panax notoginseng) Flower. Foods 2022, 11, 1995. [Google Scholar] [CrossRef]

21. Bagherian, H.; Ashtiani, F.Z.; Fouladitajar, A.; Mohtashamy, M. Comparisons between conventional, microwave- and ultrasound-assisted methods for extraction of pectin from grapefruit. Chem. Eng. Process. Process Intensif. 2011, 50, 1237–1243. [Google Scholar] [CrossRef]

22. Wang, M.; Zhang, C.; Xu, Y.; Ma, M.; Yao, T.; Sui, Z. Impact of Six Extraction Methods on Molecular Composition and Antioxidant Activity of Polysaccharides from Young Hulless Barley Leaves. Foods 2023, 12, 3381. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

23. Yue, F.; Zhang, J.; Xu, J.; Niu, T.; Lü, X.; Liu, M. Effects of monosaccharide composition on quantitative analysis of total sugar content by phenol-sulfuric acid method. Front. Nutr. 2022, 9, 963318. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

24. Lv, X.; Wang, P.; Wang, T.; Zhao, J.; Zhang, Y. Development and validation of an improved 3-methyl-2-benzothiazolinone hydrazone method for quantitative determination of reducing sugar ends in chitooligosaccharides. Food Chem. 2021, 343, 128532. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

25. Klarić, D.A.; Mornar, A.; Kovačić, J.; Jeličić, M.L.; Brusač, E.; Brletić, I.; Klarić, I. Polyphenol content and antioxidant activity of phytoestrogen containing food and dietary supplements: DPPH free radical scavenging activity by HPLC. Acta Pharm. 2022, 72, 375–388. [Google Scholar] [CrossRef]

26. Da, S.L.; Pezzini, B.R.; Soares, L. Spectrophotometric determination of the total flavonoid content in Ocimum basilicum L. (Lamiaceae) leaves. Pharmacogn. Mag. 2015, 11, 96–101. [Google Scholar] [CrossRef]

27. Kielkopf, C.L.; Bauer, W.; Urbatsch, I.L. Methods for Measuring the Concentrations of Proteins. Cold Spring Harb. Protoc. 2020, 2020, 102277. [Google Scholar] [CrossRef]

28. Fu, Y.; Li, F.; Ding, Y.; Li, H.; Xiang, X.; Ye, Q.; Zhang, J.; Zhao, L.; Qin, W.; Gan, R.; et al. Polysaccharides from loquat (Eriobotrya japonica) leaves: Impacts of extraction methods on their physicochemical characteristics and biological activities. Int. J. Biol. Macromol. 2020, 146, 508–517. [Google Scholar] [CrossRef]

29. He, X.; Wang, B.; Zhao, B.; Meng, Y.; Chen, J.; Yang, F. Effect of Hydrothermal Treatment on the Structure and Functional Properties of Quinoa Protein Isolate. Foods 2022, 11, 2954. [Google Scholar] [CrossRef]

30. Xu, X.; Zhang, X.; Sun, M.; Li, D.; Hua, M.; Miao, X.; Su, Y.; Chi, Y.; Wang, J.; Niu, H. Optimization of Mixed Fermentation Conditions of Dietary Fiber from Soybean Residue and the Effect on Structure, Properties and Potential Biological Activity of Dietary Fiber from Soybean Residue. Molecules 2023, 28, 1322. [Google Scholar] [CrossRef]

31. Wei, C.; Ge, Y.; Liu, D.; Zhao, S.; Wei, M.; Jiliu, J.; Hu, X.; Quan, Z.; Wu, Y.; Su, Y.; et al. Effects of High-Temperature, High-Pressure, and Ultrasonic Treatment on the Physicochemical Properties and Structure of Soluble Dietary Fibers of Millet Bran. Front. Nutr. 2021, 8, 820715. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

32. Mtetwa, M.D.; Qian, L.S.; Zhu, H.A.; Cui, F.J.; Zan, X.Y.; Sun, W.J.; Wu, D.; Yang, Y. Ultrasound-assisted extraction and antioxidant activity of polysaccharides from Acanthus ilicifolius. J. Food Meas. Charact. 2020, 14, 1223–1235. [Google Scholar] [CrossRef]

33. Yang, L.; Zhao, T.; Wei, H.; Zhang, M.; Zou, Y.; Mao, G.; Wu, X. Carboxymethylation of polysaccharides from Auricularia auricula and their antioxidant activities in vitro. Int. J. Biol. Macromol. 2011, 49, 1124–1130. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

34. Yang, W.; Wu, J.; Liu, W.; Ai, Z.; Cheng, Y.; Wei, Z.; Zhang, H.; Ma, H.; Cui, F.; Zhou, C.; et al. Structural characterization, antioxidant and hypolipidemic activity of Grifola frondosa polysaccharides in novel submerged cultivation. Food Biosci. 2021, 42, 101187. [Google Scholar] [CrossRef]

35. Li, P.; Li, C.; Fu, X.; Huang, Q.; Chen, Q. Physicochemical, functional and biological properties of soluble dietary fibers obtained from Rosa roxburghii Tratt pomace using different extraction methods. Process Biochem. 2023, 128, 40–48. [Google Scholar] [CrossRef]

36. Zheng, H.; Sun, Y.; Zeng, Y.; Zheng, T.; Jia, F.; Xu, P.; Xu, Y.; Cao, Y.; He, K.; Yang, Y. Effects of Four Extraction Methods on Structure and In Vitro Fermentation Characteristics of Soluble Dietary Fiber from Rape Bee Pollen. Molecules 2023, 28, 4800. [Google Scholar] [CrossRef]

37. Liu, J.; Zhang, Z.; Deng, Y.; Chen, G. Effect of extraction method on the structure and bioactivity of polysaccharides from activated sludge. Water Res. 2024, 253, 121196. [Google Scholar] [CrossRef]

38. Peng, F.; Ren, X.; Du, B.; Chen, L.; Yu, Z.; Yang, Y. Structure, Physicochemical Property, and Functional Activity of Dietary Fiber Obtained from Pear Fruit Pomace (Pyrus ussuriensis Maxim) via Different Extraction Methods. Foods 2022, 11, 2161. [Google Scholar] [CrossRef]

39. Zhang, Z.F.; Lv, G.Y.; Song, T.T.; Xu, Z.W.; Wang, M.Y. Effects of different extraction methods on the structural and biological properties of Hericium coralloides polysaccharides. Food Chem. 2024, 445, 138752. [Google Scholar] [CrossRef]

40. Azaroual, L.; Liazid, A.; Mansouri, F.E.; Brigui, J.; Ruíz-Rodriguez, A.; Barbero, G.F.; Palma, M. Optimization of the Microwave-Assisted Extraction of Simple Phenolic Compounds from Grape Skins and Seeds. Agronomy 2021, 11, 1527. [Google Scholar] [CrossRef]

41. Mansouri, F.E.; Silva, J.; Cacciola, F.; Asraoui, F.; Tayeq, H.; Ben, A.Y.; Lovillo, M.P.; Chouaibi, N.; Brigui, J. Evaluation of Different Extraction Methods on the Phenolic Profile and the Antioxidant Potential of Ceratonia siliqua L. Pods Extracts. Molecules 2022, 27, 6163. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

42. Shen, M.; Wang, W.; Cao, L. Soluble dietary fibers from black soybean hulls: Physical and enzymatic modification, structure, physical properties, and cholesterol binding capacity. J. Food Sci. 2020, 85, 1668–1674. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

43. Zou, X.; Xiao, J.; Chi, J.; Zhang, M.; Zhang, R.; Jia, X.; Mei, D.; Dong, L.; Yi, Y.; Huang, F. Physicochemical properties and prebiotic activities of polysaccharides from Zizyphus jujube based on different extraction techniques. Int. J. Biol. Macromol. 2022, 223, 663–672. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

44. Zhang, J.; Guo, J.; Yang, X.; Yang, X.; Zhang, X.; Wu, F. Extraction of Heracleum dissectum soluble dietary fiber by different methods: Structure and antioxidant properties. J. Food Sci. 2024, 89, 3400–3411. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

45. Chen, L.; Wu, Y.; Jiang, X.; Gan, D.; Fan, J.; Sun, Y.; Liu, W.; Li, X. Dietary fiber extraction from citrus peel pomace: Yield optimization and evaluation of its functionality, rheological behavior, and microstructure properties. J. Food Sci. 2023, 88, 3507–3523. [Google Scholar] [CrossRef]

46. Wang, S.; Fang, Y.; Xu, Y.; Zhu, B.; Piao, J.; Zhu, L.; Yao, L.; Liu, K.; Wang, S.; Zhang, Q.; et al. The effects of different extraction methods on physicochemical, functional and physiological properties of soluble and insoluble dietary fiber from Rubus chingii Hu. fruits. J. Funct. Foods 2022, 93, 105081. [Google Scholar] [CrossRef]

47. Jurevičiūtė, I.; Keršienė, M.; Bašinskienė, L.; Leskauskaitė, D.; Jasutienė, I. Characterization of Berry Pomace Powders as Dietary Fiber-Rich Food Ingredients with Functional Properties. Foods 2022, 11, 716. [Google Scholar] [CrossRef]

48. Ozyurt, V.Y.H.; Ötles, S. Effect of food processing on the physicochemical properties of dietary fibre. Acta Sci. Pol. Technol. Aliment. 2016, 15, 233–245. [Google Scholar] [CrossRef]

49. Khan, G.M.; Khan, N.M.; Khan, Z.U.; Ali, F.; Jan, A.K.; Muhammad, N.; Elahi, R. Effect of extraction methods on structural, physiochemical and functional properties of dietary fiber from defatted walnut flour. Food Sci. Biotechnol. 2018, 27, 1015–1022. [Google Scholar] [CrossRef]

50. Geng, X.; Guo, D.; Wu, B.; Wang, W.; Zhang, D.; Hou, S.; Bau, T.; Lei, J.; Xu, L.; Cheng, Y.; et al. Effects of different extraction methods on the physico-chemical characteristics and biological activities of polysaccharides from Clitocybe squamulosa. Int. J. Biol. Macromol. 2024, 259, 129234. [Google Scholar] [CrossRef]

51. Daou, C.; Zhang, H. Functional and physiological properties of total, soluble, and insoluble dietary fibres derived from defatted rice bran. J. Food Sci. Technol. 2014, 51, 3878–3885. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

52. Zhang, N.; Huang, C.; Ou, S. In vitro binding capacities of three dietary fibers and their mixture for four toxic elements, cholesterol, and bile acid. J. Hazard. Mater. 2011, 186, 236–239. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

53. Kasote, D.M.; Katyare, S.S.; Hegde, M.V.; Bae, H. Significance of antioxidant potential of plants and its relevance to therapeutic applications. Int. J. Biol. Sci. 2015, 11, 982–991. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

54. Huang, Y.; Xie, W.; Tang, T.; Chen, H.; Zhou, X. Structural characteristics, antioxidant and hypoglycemic activities of polysaccharides from Mori Fructus based on different extraction methods. Front. Nutr. 2023, 10, 1125831. [Google Scholar] [CrossRef]

55. Wang, S.; Dong, X.; Tong, J. Optimization of enzyme-assisted extraction of polysaccharides from alfalfa and its antioxidant activity. Int. J. Biol. Macromol. 2013, 62, 387–396. [Google Scholar] [CrossRef]

56. Zhang, J.; Jia, S.; Liu, Y.; Wu, S.; Ran, J. Optimization of enzyme-assisted extraction of the Lycium barbarum polysaccharides using response surface methodology. Carbohyd Polym. 2011, 86, 1089–1092. [Google Scholar] [CrossRef]

57. Wu, Y.T.; Huo, Y.F.; Xu, L.; Xu, Y.Y.; Wang, X.L.; Zhou, T. Purification, characterization and antioxidant activity of polysaccharides from Porphyra haitanensis. Int. J. Biol. Macromol. 2020, 165, 2116–2125. [Google Scholar] [CrossRef]

58. Chen, G.; Fang, C.; Ran, C.; Tan, Y.; Yu, Q.; Kan, J. Comparison of different extraction methods for polysaccharides from bamboo shoots (Chimonobambusa quadrangularis) processing by-products. Int. J. Biol. Macromol. 2019, 130, 903–914. [Google Scholar] [CrossRef]

59. Hua, M.; Sun, Y.; Shao, Z.; Lu, J.; Lu, Y.; Liu, Z. Functional soluble dietary fiber from ginseng residue: Polysaccharide characterization, structure, antioxidant, and enzyme inhibitory activity. J. Food Biochem. 2020, 44, e13524. [Google Scholar] [CrossRef]

60. Xiong, Y.; Zhang, P.; Warner, R.D.; Fang, Z. In vitro and cellular antioxidant activities of 3-deoxyanthocyanidin colourants. Food Biosci. 2021, 42, 101171. [Google Scholar] [CrossRef]

61. Zheng, Y.; Li, J.; Wang, X.; Guo, M.; Cheng, C.; Zhang, Y. Effects of three biological combined with chemical methods on the microstructure, physicochemical properties and antioxidant activity of millet bran dietary fibre. Food Chem. 2023, 411, 135503. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

62. Xiong, M.; Feng, M.; Chen, Y.; Li, S.; Fang, Z.; Wang, L.; Lin, D.; Zhang, Q.; Liu, Y.; Luo, Y.; et al. Comparison on structure, properties and functions of pomegranate peel soluble dietary fiber extracted by different methods. Food Chem. X 2023, 19, 100827. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

63. Zou, X.; Xu, X.; Chao, Z.; Jiang, X.; Zheng, L.; Jiang, B. Properties of plant-derived soluble dietary fibers for fiber-enriched foods: A comparative evaluation. Int. J. Biol. Macromol. 2022, 223, 1196–1207. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

64. Ji, R.; Zhang, X.; Liu, C.; Zhang, W.; Han, X.; Zhao, H. Effects of extraction methods on the structure and functional properties of soluble dietary fiber from blue honeysuckle (Lonicera caerulea L.) berry. Food Chem. 2024, 431, 137135. [Google Scholar] [CrossRef]

65. He, L.; Yan, X.; Liang, J.; Li, S.; He, H.; Xiong, Q.; Lai, X.; Hou, S.; Huang, S. Comparison of different extraction methods for polysaccharides from Dendrobium officinale stem. Carbohyd Polym. 2018, 198, 101–108. [Google Scholar] [CrossRef]

66. Tan, X.; Cheng, X.; Ma, B.; Cui, F.; Wang, D.; Shen, R.; Li, X.; Li, J. Characterization and Function Analysis of Soluble Dietary Fiber Obtained from Radish Pomace by Different Extraction Methods. Molecules 2024, 29, 500. [Google Scholar] [CrossRef]

67. Xiong, F.; Li, X.; Zheng, L.; Hu, N.; Cui, M.; Li, H. Characterization and antioxidant activities of polysaccharides from Passiflora edulis Sims peel under different degradation methods. Carbohyd Polym. 2019, 218, 46–52. [Google Scholar] [CrossRef]

68. Liu, M.; Zhou, S.; Li, Y.; Tian, J.; Zhang, C. Structure, physicochemical properties and effects on nutrients digestion of modified soluble dietary fiber extracted from sweet potato residue. Food Res. Int. 2021, 150, 110761. [Google Scholar] [CrossRef]

69. Song, Y.; Sun, G.; Wang, D.; Chen, J.; Lv, J.; Jiang, S.; Zhang, G.; Yu, S.; Zheng, H. Optimization of Composite Enzymatic Extraction, Structural Characterization and Biological Activity of Soluble Dietary Fiber from Akebia trifoliata Peel. Molecules 2024, 29, 2085. [Google Scholar] [CrossRef]

70. Gu, Q.; Gao, X.; Zhou, Q.; Li, Y.; Li, G.; Li, P. Characterization of soluble dietary fiber from citrus peels (Citrus unshiu), and its antioxidant capacity and beneficial regulating effect on gut microbiota. Int. J. Biol. Macromol. 2023, 246, 125715. [Google Scholar] [CrossRef]

Song Y, Shi Y, Liu Y, Ma Y, Lin C, Nie N, Song X, Yang J. Physicochemical Properties of Soluble Dietary Fiber from Passion Fruit Peel Based on Various Extraction Methods. Agriculture. 2025; 15(1):44. https://doi.org/10.3390/agriculture15010044

Перевод статьи «Physicochemical Properties of Soluble Dietary Fiber from Passion Fruit Peel Based on Various Extraction Methods» авторов Song Y, Shi Y, Liu Y, Ma Y, Lin C, Nie N, Song X, Yang J., оригинал доступен по ссылке. Лицензия: CC BY. Изменения: переведено на русский язык